引用本文： 陈春媛, 牛鑫, 汪泱. 尿液源性干细胞的研究进展. 中国修复重建外科杂志, 2015, 29(3): 372-376. doi: 10.7507/1002-1892.20150078 复制
成体干细胞是指存在于已分化组织中的未分化细胞，能进行自我更新和向特定细胞类型分化，在一定条件下甚至可跨胚层分化。MSCs是成体干细胞家族的重要成员，是一类具有自我更新和多向分化潜能的细胞群体。目前MSCs的应用非常广泛，尤其是BMSCs，已有研究者成功将BMSCs定向诱导分化为骨细胞、软骨细胞和神经细胞等[1-3]。但BMSCs来源有限，且取材时会对机体造成一定创伤。尿液源性干细胞（urine-derived stem cells，USCs）是从尿液中分离培养出的具有良好增殖活性和多向分化能力的成体干细胞，研究表明其具有MSCs的各种生物学特性[4]。因USCs具有来源不受限、制备过程简便、安全无创和成本低等特点，故其成为了细胞替代治疗和组织工程研究中更为理想的种子细胞来源。现阶段，国内外对其研究尚处于初期阶段。本文主要就目前USCs的分离培养、生物学特性及功能方面的研究进展进行综述。
1 USCs的分离培养
尿液中存活的细胞可分为：① 终末分化细胞，占99%以上；② 具有一定增殖能力的未完全成熟细胞，占0.1%左右；③ 未分化的前体细胞，即USCs，约占0.2%[5]。终末分化细胞属于不贴壁细胞，在更新培养基时可被除去。未完全成熟细胞和USCs均为贴壁细胞，但前者在体外培养一定时间后数量逐渐减少，经传代培养后不再增殖；而USCs经多次传代培养仍保持旺盛的增殖能力[4-5]。基于USCs的贴壁特性和较强增殖活性，Zhang等[5]首次采用富含EGF的角质细胞无血清培养基（keratinocyte serum free medium，KSFM）和胚胎纤维母细胞培养基（embryonic fibroblast medium，EFM）的等比例混合液从人尿液中分离培养出USCs。汪泱等[6]也采用自配USCs培养基（LMM101培养基）成功建立了人USCs的提取及扩增培养方法，并获得了发明专利。贴壁法筛选USCs的过程大致如下：取清洁中段尿；将尿液离心，洗涤细胞沉淀；细胞计数和活性检测；然后将细胞以适宜密度接种于培养皿，采用相应的USCs培养基培养；通过更新培养基去除绝大多数不贴壁细胞，保留余下呈单个生长的贴壁细胞继续培养；待细胞达到70%～80%融合时，再进行传代培养；经传代培养后仍保持很强增殖活性的细胞即为USCs。
研究表明[5]，每100毫升尿液可约分离得到2.5个USCs克隆，每个USCs克隆在培养6～7周后即可扩增至1.0×108个细胞。因而只要对600 mL左右尿液标本进行分离培养，即可收获足量细胞用于膀胱（至少需1.4×109个细胞[7]）等器官的再生研究。在分离培养过程中，有很多因素会影响USCs的得率，如尿液标本供者的年龄和身体状态、尿液存储时间、尿液获取方式和取材位置等[5, 8-10]。一般来说，供者年龄在13～40岁、标本新鲜程度高、来自导管引流或上尿路等情况下，USCs的得率明显增高[5, 8-10]。
2 USCs的生物学特点
2.1 USCs的生长特性
2008年，Zhang等[5]从尿液中分离培养出具有较强增殖活性、高表达干细胞标志物和具有多向分化潜能的一类细胞，将其命名为尿液前体细胞（urine progenitor cells，UPCs）。由于UPCs来自尿液，并具有干细胞各种特性，研究者们又将其称之为USCs。USCs具有贴壁性质，呈克隆状生长；其增殖能力很强，经传代培养10代甚至20代以上仍能保持较为均一的形态。
值得一提的是，早在1972年Sutherland等[11]将新生儿尿液中的脱落细胞用于体外培养，并成功培养出具有体外生存能力的细胞。后来研究者们发现，除了新生儿，从正常人和各种患有泌尿系统疾病的患者尿液中均可培养出有增殖活性的细胞[9-10, 12-15]。这些细胞呈克隆性生长，并呈现出不同形态。其主要包括两种类型：Ⅰ型细胞克隆轮廓不规则，细胞呈“纺锤形”，分布相对分散；Ⅱ型细胞克隆边缘平滑，细胞呈“鹅卵石”样或“纺锤形”，细胞体积偏小，排列紧密。Ⅰ型细胞可传代6次以上，而Ⅱ型细胞经传代培养后不能继续生长。从其生长特点和增殖活性来看，Ⅰ型细胞很可能就是Zhang等[5]所报道的USCs。只是当时研究者们并未鉴定Ⅰ型细胞的干细胞标志物和检测其多向分化能力，因而也未提出USCs这一概念。
再者，目前研究报道的USCs在克隆形态、细胞体积、形状和排列上有一定差异。如Zhang等[5]所培养的USCs具有克隆边缘较规则、细胞排列紧密、细胞体积较小和形如米粒等特点；而Guan等[16]所培养的USCs与Ⅰ型细胞的形态特点更为接近，即其克隆边缘不规则，细胞排列分散，细胞体形相对细长，呈“纺锤形”。引起该差异的原因尚不清楚，可能与所用培养基不同有关。
2.2 USCs的表面分子标志物
研究表明[4-5]，早期USCs均高表达干细胞标志物，如c-kit、SSEA4、TRA1-60、TRA1-81、Sox-2和Oct3/4等。但随着传代次数增加，高表达这些干细胞标志物的USCs数目逐渐下降[4-5]。再者，USCs还稳定表达MSCs特异表面分子（如CD29、CD44、 CD54、CD73和CD90等），而不表达多数造血干细胞标志物（如CD133、CD34和CD45等）和内皮细胞标志物（如血小板内皮细胞黏附分子、血管性血友病因子等），提示USCs并非造血干细胞或内皮前体细胞，而为MSCs的可能性更大[4-5]。尿道上皮基底细胞是MSCs的一种。起初Zhang等[5]发现多数USCs表达尿道上皮特异性分子uroplakinⅠa和细胞角蛋白7（cytokeratin 7，CK7）等，故推测这些USCs可能是尿道上皮基底细胞。但该课题组进一步在接受了肾移植（移植的男性肾脏）的女性患者尿液中分离培养得到USCs，发现其存在Y染色体，并高表达肾系标志物（包括CD224、CD13、NR3C2、Pax2和Pax8）以及肾脏层上皮细胞和壁层上皮细胞特异性标志物（包括CD146、synaptopodin和podocin），但不表达肾小管上皮细胞、输尿管上皮细胞和尿道上皮细胞标志物[4]。提示USCs可能是来源于肾脏肾小球的脏层-壁层上皮细胞交界处，而非尿道上皮基底细胞。然而，考虑到该课题组检测的USCs克隆数量有限以及可能存在个体差异，USCs是否仅来源于肾小球仍有待探究。
2.3 USCs的多向分化潜能
在含有特定生长因子的培养基诱导下或通过特定基因转染，USCs可向三胚层各类细胞分化，如成骨细胞、脂肪细胞、平滑肌细胞、骨骼肌细胞、尿道上皮、内皮细胞和神经细胞等；这些诱导得来的分化细胞无论是在形态和表面分子标志物方面，还是在生物学功能方面，均与机体固有分化细胞表现出高度类似性[4-5, 7-10, 16-17]。例如，采用含有TGF-β1、PDGF-BB和FBS的H-DMEM和EFM的混合培养基培养USCs，可诱导其向平滑肌细胞（smooth muscle cells，SMCs）分化[4]。这些USCs来源的SMCs具有与机体SMCs类似的“长梭形”形态，并高表达肌细胞特异性表面分子，包括desmin、myosin、smoothelin和α平滑肌肌动蛋白[4]。体外血清钙离子的刺激可引起这些USCs源性SMCs的收缩反应，表明其具有与机体SMCs相似的收缩功能。此外，采用含有VEGF的内皮细胞基础培养基2培养USCs[4]，或经病毒转染使USCs过表达VEGF[18]，均可诱导USCs向血管内皮细胞分化。这些分化细胞高表达血管性血友病因子和CD31等内皮细胞特异性标志物。研究者将这些USCs来源的内皮细胞接种在Matrigel上，一段时间后，这些细胞可以同机体内皮细胞一样在体外自行形成管道状结构。再者，采用含有一定量血清和EGF的KSFM/EFM混合培养基培养USCs，可将USCs定向诱导为尿道上皮细胞（urothelial cells，UCs）[4]。这些细胞与机体UCs十分相似，具有“鹅卵石”样形态，并表达各种尿道上皮特异性分子，如uroplakinⅠa、CK7和AE1/AE3等。研究者经扫描电镜观察发现，这些USCs源性UCs彼此间还具有与体内UCs超微结构类似的紧密连接。通过屏障功能实验进一步探究这些上皮细胞的功能，结果显示，相对于未诱导组（即USCs），诱导组（即USCs来源的UCs）对右旋糖酐的渗漏减少了60%，表明USCs源性UCs具备良好的屏障功能。Guan等[16]采用含胰岛素-转铁蛋白-亚硒酸盐、EGF、bFGF等成分的DMEM/F12培养基成功将USCs诱导分化为神经细胞。这些USCs源性神经细胞呈典型的双极神经样细胞状形态，稳定表达神经细胞相关标志物。以上研究表明，采用适当方法可将USCs诱导分化为各种类型的功能性细胞，这为组织工程研究提供了丰富的种子细胞来源。
3 USCs与组织工程研究
组织损伤或缺损可导致相应器官功能障碍，甚至功能衰竭。组织工程技术是近年来兴起的一种修复重建缺损组织的新手段[19]。在组织工程研究中，细胞是其核心部分。USCs具有很强的增殖活性和多向分化能力，且具有来源广泛、制备简便和安全无创等优点，是组织工程研究理想的种子细胞[20-23]。目前已有研究报道USCs对尿路、骨、脑和皮肤等多种器官或组织的损伤具有修复重建作用。
3.1 USCs与膀胱重建
膀胱缺损的治疗是临床泌尿外科面临的难题之一。外伤、肿瘤、结核、神经源性膀胱以及一些先天性膀胱疾病均可导致膀胱缺损，需修复重建。小肠黏膜下层（small intestinal submucosa，SIS）是一种源于小肠的脱细胞基质材料，保留有天然的胶原纤维网状结构，并含有多种生长因子[19, 24]，有利于指引周围细胞增殖分化[25]。有研究将UCs和SMCs种植至SIS支架上，在体外成功构建出类似复层膀胱壁的结构[26]。2011年，Wu等[20]将USCs诱导分化为UCs和SMCs，并将其种植至SIS支架上，经体外静态和动态培养各1周后植入裸鼠体内。组织学检测结果示，这些USCs源性分化细胞不仅表达UCs和SMCs特异性标志物，而且分布规律，接近固有UCs和SMCs形成的膀胱壁结构。细菌纤维素（bacterial cellulose，BC）是另外一种具有优异综合性能的天然高分子材料，具有优良的生物相容性和可靠的机械性能。采用相同方法，Bodin等[27]将USCs源性UCs和SMCs种植至BC上，培养一段时间后植入裸鼠体内。结果显示，这些USCs来源的UCs和SMCs在BC所提供的三维空间内亦可形成与机体正常膀胱壁相似的结构。以上研究表明，结合使用适宜载体，USCs可作为良好种子细胞来源用于膀胱重建。
3.2 USCs与尿道重建
压力性尿失禁（stress urinary incontinence，SUI）是指打喷嚏、咳嗽、大笑等腹压增高时出现不自主的尿液自尿道外口渗漏[28]。其病因主要为盆腔结缔组织、筋膜和韧带损伤，尿道括约肌缺失或功能减退以及尿道外括约肌周围的神经退化[29]。促进肌肉和血管再生、加强神经功能恢复是改善SUI的关键。VEGF是血管生成过程中一个重要的促进因子，并在肌细胞分化[30]、神经再生[31-32]等过程中扮演重要角色。研究者[18, 21]将VEGF基因通过腺病毒转染方式转入USCs，使其能够持续分泌VEGF；然后采用Ⅰ型胶原或水凝胶包裹转基因USCs，经皮下注射至裸鼠体内。结果显示，植入能高表达VEGF的USCs后，可明显促进移植区的肌性分化、血管新生和神经再生。2013年，Liu等[22]将USCs、包裹有特定生长因子（包括成肌、成血管和成神经3种类型的生长因子）的海藻酸盐微球以及Ⅰ型胶原的混合物皮下注射至裸鼠体内。移植后4周发现，相对于只注射含有生长因子的微球组，同时注射USCs和生长因子可明显促进移植部位的肌细胞分化和细胞增殖，新生血管密度、内皮细胞和神经纤维数目显著增加。示踪结果表明，在这些增加的细胞中，大部分肌细胞和内皮细胞均由USCs分化而来，而神经细胞源于小鼠自身细胞分化。这些研究结果表明，USCs可通过自身分化和刺激移植部位原有细胞的增殖来调控机体的生肌、生血管反应和神经支配，从而促进组织再生。
3.3 USCs与骨修复重建
2013年，Bharadwaj等[4]将BMP-2和BMP-9基因转入USCs，将USCs定向诱导为成骨细胞。这些USCs源性成骨细胞能分泌ALP，其细胞外出现钙盐沉积。研究者将这些分化细胞移植至裸鼠皮下，发现移植部位有包块形成。组织学染色结果显示移植部位有活跃的成骨过程，可见大量成熟的骨基质和骨细胞。该研究结果初步证明USCs具备潜在的骨缺损修复能力。另外，除了向骨细胞分化，USCs还能在特定的软骨诱导培养基中形成软骨细胞[4, 16]。同时，其细胞外基质还可通过激活Wnt11介导的信号通路显著促进老化的BMSCs向软骨细胞分化[23]，因而USCs还具有修复软骨的潜质。
3.4 USCs与脑损伤修复重建
USCs还具有修复脑损伤的潜能[16]。Guan等[16]参考Hou等[33]的方法构建了大鼠脑损伤模型，将采用水凝胶包裹的USCs移植入损伤区，全程采用绿色荧光蛋白对其进行示踪。1周后植入的细胞不仅能在移植部位存活，还具有良好的迁移能力。这些细胞稳定表达神经相关标志物，包括巢蛋白、胶质纤维酸性蛋白、β微管蛋白Ⅲ等，表明在脑损伤微环境下，USCs能够向神经细胞分化。提示USCs可能用于治疗中枢神经系统疾病。
3.5 USCs与皮肤修复重建
通过构建组织工程皮肤来修复重建各种皮肤创面是解决临床皮源缺乏的根本途径。已有研究发现USCs可作为良好的种子细胞应用于皮肤损伤修复重建[34]。2014年，Fu等[34]将USCs复合聚已酸内酯/明胶纳米纤维支架用于修复兔受损全层皮肤，发现USCs复合支架可显著促进皮肤创面收缩，并加速缺损区角质细胞再上皮化、胶原合成和血管再生；ELISA检测结果显示，USCs的培养上清液中含有大量促血管生成因子（包括VEGF和TGF-β1）；研究者将该上清液作用于内皮细胞，发现内皮细胞的增殖、迁移和成管能力显著增强。提示USCs可通过旁分泌各种生长因子促进皮肤创面的修复重建。
4 小结
USCs是组织工程研究领域的新热点，具有十分广阔的应用前景。但目前相关研究尚处于初期阶段，还存在一些问题需要进一步探究和解决。如尿液标本供者的身体状态、尿液获取方式以及USCs分离培养的方法等因素存在一定差异的情况下，所得USCs在增殖特性、标志物表达以及分化能力方面是否也有明显不同；USCs的来源尚待进一步明确；对于USCs诱导分化而来的细胞，目前研究多停留在形态观察和特异性标志物表达的检测上，而关于这些分化细胞能否替代机体损伤的细胞发挥相应功能的研究报道相对较少。这些问题都亟需体内外实验以及临床研究予以解释和证实。
成体干细胞是指存在于已分化组织中的未分化细胞，能进行自我更新和向特定细胞类型分化，在一定条件下甚至可跨胚层分化。MSCs是成体干细胞家族的重要成员，是一类具有自我更新和多向分化潜能的细胞群体。目前MSCs的应用非常广泛，尤其是BMSCs，已有研究者成功将BMSCs定向诱导分化为骨细胞、软骨细胞和神经细胞等[1-3]。但BMSCs来源有限，且取材时会对机体造成一定创伤。尿液源性干细胞（urine-derived stem cells，USCs）是从尿液中分离培养出的具有良好增殖活性和多向分化能力的成体干细胞，研究表明其具有MSCs的各种生物学特性[4]。因USCs具有来源不受限、制备过程简便、安全无创和成本低等特点，故其成为了细胞替代治疗和组织工程研究中更为理想的种子细胞来源。现阶段，国内外对其研究尚处于初期阶段。本文主要就目前USCs的分离培养、生物学特性及功能方面的研究进展进行综述。
1 USCs的分离培养
尿液中存活的细胞可分为：① 终末分化细胞，占99%以上；② 具有一定增殖能力的未完全成熟细胞，占0.1%左右；③ 未分化的前体细胞，即USCs，约占0.2%[5]。终末分化细胞属于不贴壁细胞，在更新培养基时可被除去。未完全成熟细胞和USCs均为贴壁细胞，但前者在体外培养一定时间后数量逐渐减少，经传代培养后不再增殖；而USCs经多次传代培养仍保持旺盛的增殖能力[4-5]。基于USCs的贴壁特性和较强增殖活性，Zhang等[5]首次采用富含EGF的角质细胞无血清培养基（keratinocyte serum free medium，KSFM）和胚胎纤维母细胞培养基（embryonic fibroblast medium，EFM）的等比例混合液从人尿液中分离培养出USCs。汪泱等[6]也采用自配USCs培养基（LMM101培养基）成功建立了人USCs的提取及扩增培养方法，并获得了发明专利。贴壁法筛选USCs的过程大致如下：取清洁中段尿；将尿液离心，洗涤细胞沉淀；细胞计数和活性检测；然后将细胞以适宜密度接种于培养皿，采用相应的USCs培养基培养；通过更新培养基去除绝大多数不贴壁细胞，保留余下呈单个生长的贴壁细胞继续培养；待细胞达到70%～80%融合时，再进行传代培养；经传代培养后仍保持很强增殖活性的细胞即为USCs。
研究表明[5]，每100毫升尿液可约分离得到2.5个USCs克隆，每个USCs克隆在培养6～7周后即可扩增至1.0×108个细胞。因而只要对600 mL左右尿液标本进行分离培养，即可收获足量细胞用于膀胱（至少需1.4×109个细胞[7]）等器官的再生研究。在分离培养过程中，有很多因素会影响USCs的得率，如尿液标本供者的年龄和身体状态、尿液存储时间、尿液获取方式和取材位置等[5, 8-10]。一般来说，供者年龄在13～40岁、标本新鲜程度高、来自导管引流或上尿路等情况下，USCs的得率明显增高[5, 8-10]。
2 USCs的生物学特点
2.1 USCs的生长特性
2008年，Zhang等[5]从尿液中分离培养出具有较强增殖活性、高表达干细胞标志物和具有多向分化潜能的一类细胞，将其命名为尿液前体细胞（urine progenitor cells，UPCs）。由于UPCs来自尿液，并具有干细胞各种特性，研究者们又将其称之为USCs。USCs具有贴壁性质，呈克隆状生长；其增殖能力很强，经传代培养10代甚至20代以上仍能保持较为均一的形态。
值得一提的是，早在1972年Sutherland等[11]将新生儿尿液中的脱落细胞用于体外培养，并成功培养出具有体外生存能力的细胞。后来研究者们发现，除了新生儿，从正常人和各种患有泌尿系统疾病的患者尿液中均可培养出有增殖活性的细胞[9-10, 12-15]。这些细胞呈克隆性生长，并呈现出不同形态。其主要包括两种类型：Ⅰ型细胞克隆轮廓不规则，细胞呈“纺锤形”，分布相对分散；Ⅱ型细胞克隆边缘平滑，细胞呈“鹅卵石”样或“纺锤形”，细胞体积偏小，排列紧密。Ⅰ型细胞可传代6次以上，而Ⅱ型细胞经传代培养后不能继续生长。从其生长特点和增殖活性来看，Ⅰ型细胞很可能就是Zhang等[5]所报道的USCs。只是当时研究者们并未鉴定Ⅰ型细胞的干细胞标志物和检测其多向分化能力，因而也未提出USCs这一概念。
再者，目前研究报道的USCs在克隆形态、细胞体积、形状和排列上有一定差异。如Zhang等[5]所培养的USCs具有克隆边缘较规则、细胞排列紧密、细胞体积较小和形如米粒等特点；而Guan等[16]所培养的USCs与Ⅰ型细胞的形态特点更为接近，即其克隆边缘不规则，细胞排列分散，细胞体形相对细长，呈“纺锤形”。引起该差异的原因尚不清楚，可能与所用培养基不同有关。
2.2 USCs的表面分子标志物
研究表明[4-5]，早期USCs均高表达干细胞标志物，如c-kit、SSEA4、TRA1-60、TRA1-81、Sox-2和Oct3/4等。但随着传代次数增加，高表达这些干细胞标志物的USCs数目逐渐下降[4-5]。再者，USCs还稳定表达MSCs特异表面分子（如CD29、CD44、 CD54、CD73和CD90等），而不表达多数造血干细胞标志物（如CD133、CD34和CD45等）和内皮细胞标志物（如血小板内皮细胞黏附分子、血管性血友病因子等），提示USCs并非造血干细胞或内皮前体细胞，而为MSCs的可能性更大[4-5]。尿道上皮基底细胞是MSCs的一种。起初Zhang等[5]发现多数USCs表达尿道上皮特异性分子uroplakinⅠa和细胞角蛋白7（cytokeratin 7，CK7）等，故推测这些USCs可能是尿道上皮基底细胞。但该课题组进一步在接受了肾移植（移植的男性肾脏）的女性患者尿液中分离培养得到USCs，发现其存在Y染色体，并高表达肾系标志物（包括CD224、CD13、NR3C2、Pax2和Pax8）以及肾脏层上皮细胞和壁层上皮细胞特异性标志物（包括CD146、synaptopodin和podocin），但不表达肾小管上皮细胞、输尿管上皮细胞和尿道上皮细胞标志物[4]。提示USCs可能是来源于肾脏肾小球的脏层-壁层上皮细胞交界处，而非尿道上皮基底细胞。然而，考虑到该课题组检测的USCs克隆数量有限以及可能存在个体差异，USCs是否仅来源于肾小球仍有待探究。
2.3 USCs的多向分化潜能
在含有特定生长因子的培养基诱导下或通过特定基因转染，USCs可向三胚层各类细胞分化，如成骨细胞、脂肪细胞、平滑肌细胞、骨骼肌细胞、尿道上皮、内皮细胞和神经细胞等；这些诱导得来的分化细胞无论是在形态和表面分子标志物方面，还是在生物学功能方面，均与机体固有分化细胞表现出高度类似性[4-5, 7-10, 16-17]。例如，采用含有TGF-β1、PDGF-BB和FBS的H-DMEM和EFM的混合培养基培养USCs，可诱导其向平滑肌细胞（smooth muscle cells，SMCs）分化[4]。这些USCs来源的SMCs具有与机体SMCs类似的“长梭形”形态，并高表达肌细胞特异性表面分子，包括desmin、myosin、smoothelin和α平滑肌肌动蛋白[4]。体外血清钙离子的刺激可引起这些USCs源性SMCs的收缩反应，表明其具有与机体SMCs相似的收缩功能。此外，采用含有VEGF的内皮细胞基础培养基2培养USCs[4]，或经病毒转染使USCs过表达VEGF[18]，均可诱导USCs向血管内皮细胞分化。这些分化细胞高表达血管性血友病因子和CD31等内皮细胞特异性标志物。研究者将这些USCs来源的内皮细胞接种在Matrigel上，一段时间后，这些细胞可以同机体内皮细胞一样在体外自行形成管道状结构。再者，采用含有一定量血清和EGF的KSFM/EFM混合培养基培养USCs，可将USCs定向诱导为尿道上皮细胞（urothelial cells，UCs）[4]。这些细胞与机体UCs十分相似，具有“鹅卵石”样形态，并表达各种尿道上皮特异性分子，如uroplakinⅠa、CK7和AE1/AE3等。研究者经扫描电镜观察发现，这些USCs源性UCs彼此间还具有与体内UCs超微结构类似的紧密连接。通过屏障功能实验进一步探究这些上皮细胞的功能，结果显示，相对于未诱导组（即USCs），诱导组（即USCs来源的UCs）对右旋糖酐的渗漏减少了60%，表明USCs源性UCs具备良好的屏障功能。Guan等[16]采用含胰岛素-转铁蛋白-亚硒酸盐、EGF、bFGF等成分的DMEM/F12培养基成功将USCs诱导分化为神经细胞。这些USCs源性神经细胞呈典型的双极神经样细胞状形态，稳定表达神经细胞相关标志物。以上研究表明，采用适当方法可将USCs诱导分化为各种类型的功能性细胞，这为组织工程研究提供了丰富的种子细胞来源。
3 USCs与组织工程研究
组织损伤或缺损可导致相应器官功能障碍，甚至功能衰竭。组织工程技术是近年来兴起的一种修复重建缺损组织的新手段[19]。在组织工程研究中，细胞是其核心部分。USCs具有很强的增殖活性和多向分化能力，且具有来源广泛、制备简便和安全无创等优点，是组织工程研究理想的种子细胞[20-23]。目前已有研究报道USCs对尿路、骨、脑和皮肤等多种器官或组织的损伤具有修复重建作用。
3.1 USCs与膀胱重建
膀胱缺损的治疗是临床泌尿外科面临的难题之一。外伤、肿瘤、结核、神经源性膀胱以及一些先天性膀胱疾病均可导致膀胱缺损，需修复重建。小肠黏膜下层（small intestinal submucosa，SIS）是一种源于小肠的脱细胞基质材料，保留有天然的胶原纤维网状结构，并含有多种生长因子[19, 24]，有利于指引周围细胞增殖分化[25]。有研究将UCs和SMCs种植至SIS支架上，在体外成功构建出类似复层膀胱壁的结构[26]。2011年，Wu等[20]将USCs诱导分化为UCs和SMCs，并将其种植至SIS支架上，经体外静态和动态培养各1周后植入裸鼠体内。组织学检测结果示，这些USCs源性分化细胞不仅表达UCs和SMCs特异性标志物，而且分布规律，接近固有UCs和SMCs形成的膀胱壁结构。细菌纤维素（bacterial cellulose，BC）是另外一种具有优异综合性能的天然高分子材料，具有优良的生物相容性和可靠的机械性能。采用相同方法，Bodin等[27]将USCs源性UCs和SMCs种植至BC上，培养一段时间后植入裸鼠体内。结果显示，这些USCs来源的UCs和SMCs在BC所提供的三维空间内亦可形成与机体正常膀胱壁相似的结构。以上研究表明，结合使用适宜载体，USCs可作为良好种子细胞来源用于膀胱重建。
3.2 USCs与尿道重建
压力性尿失禁（stress urinary incontinence，SUI）是指打喷嚏、咳嗽、大笑等腹压增高时出现不自主的尿液自尿道外口渗漏[28]。其病因主要为盆腔结缔组织、筋膜和韧带损伤，尿道括约肌缺失或功能减退以及尿道外括约肌周围的神经退化[29]。促进肌肉和血管再生、加强神经功能恢复是改善SUI的关键。VEGF是血管生成过程中一个重要的促进因子，并在肌细胞分化[30]、神经再生[31-32]等过程中扮演重要角色。研究者[18, 21]将VEGF基因通过腺病毒转染方式转入USCs，使其能够持续分泌VEGF；然后采用Ⅰ型胶原或水凝胶包裹转基因USCs，经皮下注射至裸鼠体内。结果显示，植入能高表达VEGF的USCs后，可明显促进移植区的肌性分化、血管新生和神经再生。2013年，Liu等[22]将USCs、包裹有特定生长因子（包括成肌、成血管和成神经3种类型的生长因子）的海藻酸盐微球以及Ⅰ型胶原的混合物皮下注射至裸鼠体内。移植后4周发现，相对于只注射含有生长因子的微球组，同时注射USCs和生长因子可明显促进移植部位的肌细胞分化和细胞增殖，新生血管密度、内皮细胞和神经纤维数目显著增加。示踪结果表明，在这些增加的细胞中，大部分肌细胞和内皮细胞均由USCs分化而来，而神经细胞源于小鼠自身细胞分化。这些研究结果表明，USCs可通过自身分化和刺激移植部位原有细胞的增殖来调控机体的生肌、生血管反应和神经支配，从而促进组织再生。
3.3 USCs与骨修复重建
2013年，Bharadwaj等[4]将BMP-2和BMP-9基因转入USCs，将USCs定向诱导为成骨细胞。这些USCs源性成骨细胞能分泌ALP，其细胞外出现钙盐沉积。研究者将这些分化细胞移植至裸鼠皮下，发现移植部位有包块形成。组织学染色结果显示移植部位有活跃的成骨过程，可见大量成熟的骨基质和骨细胞。该研究结果初步证明USCs具备潜在的骨缺损修复能力。另外，除了向骨细胞分化，USCs还能在特定的软骨诱导培养基中形成软骨细胞[4, 16]。同时，其细胞外基质还可通过激活Wnt11介导的信号通路显著促进老化的BMSCs向软骨细胞分化[23]，因而USCs还具有修复软骨的潜质。
3.4 USCs与脑损伤修复重建
USCs还具有修复脑损伤的潜能[16]。Guan等[16]参考Hou等[33]的方法构建了大鼠脑损伤模型，将采用水凝胶包裹的USCs移植入损伤区，全程采用绿色荧光蛋白对其进行示踪。1周后植入的细胞不仅能在移植部位存活，还具有良好的迁移能力。这些细胞稳定表达神经相关标志物，包括巢蛋白、胶质纤维酸性蛋白、β微管蛋白Ⅲ等，表明在脑损伤微环境下，USCs能够向神经细胞分化。提示USCs可能用于治疗中枢神经系统疾病。
3.5 USCs与皮肤修复重建
通过构建组织工程皮肤来修复重建各种皮肤创面是解决临床皮源缺乏的根本途径。已有研究发现USCs可作为良好的种子细胞应用于皮肤损伤修复重建[34]。2014年，Fu等[34]将USCs复合聚已酸内酯/明胶纳米纤维支架用于修复兔受损全层皮肤，发现USCs复合支架可显著促进皮肤创面收缩，并加速缺损区角质细胞再上皮化、胶原合成和血管再生；ELISA检测结果显示，USCs的培养上清液中含有大量促血管生成因子（包括VEGF和TGF-β1）；研究者将该上清液作用于内皮细胞，发现内皮细胞的增殖、迁移和成管能力显著增强。提示USCs可通过旁分泌各种生长因子促进皮肤创面的修复重建。
4 小结
USCs是组织工程研究领域的新热点，具有十分广阔的应用前景。但目前相关研究尚处于初期阶段，还存在一些问题需要进一步探究和解决。如尿液标本供者的身体状态、尿液获取方式以及USCs分离培养的方法等因素存在一定差异的情况下，所得USCs在增殖特性、标志物表达以及分化能力方面是否也有明显不同；USCs的来源尚待进一步明确；对于USCs诱导分化而来的细胞，目前研究多停留在形态观察和特异性标志物表达的检测上，而关于这些分化细胞能否替代机体损伤的细胞发挥相应功能的研究报道相对较少。这些问题都亟需体内外实验以及临床研究予以解释和证实。